Применение композитных скаффолдов на основе стеклоуглерода в инженерии костной ткани

Введение. Восстановление костных дефектов остаётся одной из острых проблем регенеративной медицины, для решения которой наиболее перспективным является использование тканево‑инженерных конструкций на основе композитных скаффолдов, стимулирующих остеогенез. Одна из  основных задач тканевой инженерии — разработка скаффолда, имитирующего трехмерную архитектуру, для  остеогенных прогениторных клеток внутри скаффолда с возможностью взаимодействия клеток с химическими и физическими стимулами естественной кости.

Цель работы — оценить возможность применения композитных скаффолдов на основе стеклоуглерода в тканевой инженерии.

Материалы и методы. В данном исследовании описан воспроизводимый метод получения трехмерных пористых скаффолдов на основе стеклоуглерода с поверхностями, модифицированными пироуглеродом (CF-C) и пироуглеродом с гидроксиапатитом (СF-C-HAP), и исследованы пористость, прочностные характеристики, цитотоксичность, остеоиндуктивность полученных композитных скаффолдов. Остеогенную дифференциацию культивируемых мезенхимальных стволовых клеток  (МСК) человека оценивали на скаффолдах CF-C и CF-C-HAP с использованием общих остеогенных маркеров, таких как активность щелочной фосфатазы (ЩФ), окрашивание ализарином красным и количественной ПЦР в реальном времени (qPCR).

Результаты. Исследования in vitro показали биосовместимость разработанных скаффолдов. Установлена способность CF-C-HAP индуцировать дифференцировку МСК в остеогенном направлении и продуцировать кальцийсодержащий матрикс.

Обсуждение. Получаемые на основе стеклоуглеродной пены скаффолды с покрытиями пироуглеродом и гидроксиапатитом обладают трехмерной структурой с открытой пористостью, прочностью, сопоставимой с прочностью замещаемой ткани, и имитируют структуру трабекулярной кости. При этом прочность стеклоуглеродной пены без покрытий отличается низкими значениями предела прочности при сжатии. Для всех исследуемых материалов установлено наличие адгезионной и пролиферативной активности МСК, высокой клеточной адгезии и отсутствие цитотоксичности. Определение уровня экспрессии мРНК методом ПЦР в реальном времени показало, что у клеток, культивированных на CS‑C‑HAP, через 14 сут. наблюдается экспрессия генов VDR, BMP7, IGFR1, SPP1, что демонстрирует остеогенный потенциал. Результаты наших исследований по изучению активности фосфатазы и  окрашивания ализариновым красным продемонстрировали, что скаффолд CF-C-HAP стимулирует дифференцировку остеобластов in vitro в остеогенном направлении, а также процессы внутриклеточной минерализации.

Заключение. Композитные скаффолды CF-C-HAP на основе стеклоуглеродной пены поддерживают пролиферацию и дифференциацию клеток и могут быть перспективными для использования в инженерии костной ткани.

1. Садовой М.А., Ларионов П.М., Самохин А.Г., Рожнова О.М. Клеточные матрицы (скаффолды) для целей регенерации кости: современное состояние проблемы. Хирургия позвоночника. 2014;2:79-86. doi: 10.14531/ss2014.2.79-86.

2. Phadke A, Hwang Y, Kim SH, et al. Effect of scaffold microarchitecture on osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Eur Cell Mater. 2013;25:114-129. doi: 10.22203/ecm.v025a08.

3. Taylor B, Indano S, Yankannah Y, et al. Decellularized Cortical Bone Scaffold Promotes Organized Neovascularization In Vivo. Tissue Eng Part A. 2019;25(13-14):964-977. doi: 10.1089/ten.TEA.2018.0225.

4. Sohn HS, Oh JK. Review of bone graft and bone substitutes with an emphasis on fracture surgeries. Biomater Res. 2019;23:9. doi: 10.1186/s40824-019-0157-y.

5. Chiarello E, Cadossi M, Tedesco G, et al. Autograft, allograft and bone substitutes in reconstructive orthopedic surgery. Aging Clin Exp Res. 2013;25 Suppl 1:S101-S103. doi: 10.1007/s40520-013-0088-8.

6. Hatzenbuehler J, Pulling TJ. Diagnosis and management of osteomyelitis. Am Fam Physician. 2011 Nov 1;84(9):1027-1033.

7. Wang W, Zhang Y, Liu W. Bioinspired fabrication of high strength hydrogels from non-covalent interactions. Prog Polym Sci. 2017;71:1‑25. doi: 10.1016/j.progpolymsci.2017.04.001.

8. Zamborsky R, Svec A, Bohac M, et al. Infection in bone allograft transplants. Exp Clin Transplant. 2016;14(5):484-490. doi: 10.6002/ect.2016.0076.

9. Oakley MJ, Smith WR, Morgan SJ, ey al. Repetitive posterior iliac crest autograft harvest resulting in an unstable pelvic fracture and infected non-union: case report and review of the literature. Patient Saf Surg. 2007;1(1):6. doi: 10.1186/1754-9493-1-6.

10. Gao Y, Ma Q. Bacterial infection microenvironment-responsive porous microspheres by microfluidics for promoting anti-infective therapy. Smart Med. 2022;1(1):e20220012. doi: 10.1002/SMMD.20220012.

11. Zhu Y, Kong B, Liu R, Zhao Y. Developing biomedical engineering technologies for reproductive medicine. Smart Med. 2022;1(1):e20220006. doi: 10.1002/SMMD.20220006.

12. Dixon DT, Gomillion CT. Conductive Scaffolds for Bone Tissue Engineering: Current State and Future Outlook. J Funct Biomater. 2021;13(1):1. doi: 10.3390/jfb13010001.

13. Perez JR, Kouroupis D, Li DJ, et al. Tissue Engineering and Cell-Based Therapies for Fractures and Bone Defects. Front Bioeng Biotechnol. 2018;6:105. doi: 10.3389/fbioe.2018.00105.

14. Liu H, Xia L, Dai Y, et al. Fabrication and characterization of novel hydroxyapatite/porous carbon composite scaffolds. Materials Letters. 2012;66(1):36-38. doi: 10.1016/j.matlet.2011.08.053.

15. Guillén T, Ohrndorf A, Tozzi G, et al. Compressive fatigue behavior of bovine cancellous bone and bone analogous materials under multi-step loading conditions. Advanced Engineering Materials. 2012;14(5):B199-B207. doi: 10.1002/adem.201180060.

16. Ramaswamy G, Bidez MW, Misch CE. Bone response to mechanical loads. In: Misch CE. Dental Implant Prosthetics (Second Edition). Mosby; 2015:107-125. doi: 10.1016/B978-0-323-07845-0.00006-3.

17. Попов А.Л., Татарникова О.Г., Шекунова Т.О. и др. Исследование воздействия нанокристаллического диоксида церия, допированного гадолинием (Ce1–xGdxO2–y), на функциональное состояние и жизнеспособность клеток линии NCTC clone L929. Вестник Томского государственного университета. Химия. 2017;(8):68-87. doi: 10.17223/24135542/8/6.

18. Wutticharoenmongkol P, Pavasant P, Supaphol P. Osteoblastic phenotype expression of MC3T3-E1 cultured on electrospun polycaprolactone fiber mats filled with hydroxyapatite nanoparticles. Biomacromolecules. 2007;8(8):2602-2610. doi: 10.1021/bm700451p.

19. Tsukamoto Y, Fukutani S, Mori M. Hydroxyapatite-induced alkaline-phosphatase activity of human pulp fibroblasts. J Mater Sci: Mater Med. 1992;3:180-183. doi: 10.1007/bf00713446.

20. Lao L, Wang Y, Zhu Y, et al. Poly(lactide-co-glycolide)/hydroxyapatite nanofibrous scaffolds fabricated by electrospinning for bone tissue engineering. J Mater Sci Mater Med. 2011;22(8):1873-1884. doi: 10.1007/s10856-011-4374-8.

21. Chung S, King MW. Design concepts and strategies for tissue engineering scaffolds. Biotechnol Appl Biochem. 2011;58(6):423-438. doi: 10.1002/bab.60.

22. Saberi A, Kouhjani M, Mohammadi M, Hosta-Rigau L. Novel scaffold platforms for simultaneous induction osteogenesis and angiogenesis in bone tissue engineering: a cutting-edge approach. J Nanobiotechnology. 2023;21(1):351. doi: 10.1186/s12951-023-02115-7.

23. He X, Zhao Q, Zhang N, et al. Impact of a staggered scaffold structure on the mechanical properties and cell response in bone tissue engineering. J Appl Biomater Funct Mater. 2023;21:22808000231181326. doi: 10.1177/22808000231181326.

24. Abbasi N, Hamlet S, Love RM, Nguyen NT. Porous Scaffolds for Bone Regeneration. J Sci: Adv Mater Dev. 2020;5(1):1-9. doi: 10.1016/j.jsamd.2020.01.007.

25. Aghali A. Craniofacial Bone Tissue Engineering: Current Approaches and Potential Therapy. Cells. 2021;10(11):2993. doi: 10.3390/cells10112993.

26. Persson M, Lehenkari PP, Berglin L, et al. Osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells in a 3D woven scaffold. Sci Rep. 2018;8(1):10457. doi: 10.1038/s41598-018-28699-x.

27. Rahman SF, Ghiffary MM, Tampubuluon JY, et al. Effect of graphite, graphene oxide, and multi-walled carbon nanotubes on the physicochemical characteristics and biocompatibility of chitosan/hyaluronic acid/hydroxyapatite scaffolds for tissue engineering applications. J Sci: Adv Mater Dev. 2024;9(2):100719. doi: 10.1016/j.jsamd.2024.100719.

28. Bagal R, Bahir M, Lenka N, Patro TU. Polymer derived porous carbon foam and its application in bone tissue engineering: a review. Int J Polymer Mater Polymer Biomat. 2022;72(12):909-924. doi: 10.1080/00914037.2022.2066669.

29. Islam M, Sadaf A, Gоmez MR, et al. Carbon fiber/microlattice 3D hybrid architecture as multi-scale scaffold for tissue engineering. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2021;126:112140. doi: 10.1016/j.msec.2021.112140.

30. Dong J, Ding H, Wang Q, Wang L. A 3D-Printed Scaffold for Repairing Bone Defects. Polymers (Basel). 2024;16(5):706. doi: 10.3390/polym16050706.

31. Lee DJ, Kwon J, Kim YI, et al. Effect of pore size in bone regeneration using polydopamine-laced hydroxyapatite collagen calcium silicate scaffolds fabricated by 3D mould printing technology. Orthod Craniofac Res. 2019;22 Suppl 1(Suppl 1):127-133. doi: 10.1111/ocr.12261.

32. Koushik TM, Miller CM, Antunes E. Bone tissue engineering scaffolds: function of multi-material hierarchically structured scaffolds. Adv Healthc Mater. 2023;12(9):e2202766. doi: 10.1002/adhm.202202766.

33. Cao J, Lian R, Jiang X, Rogachev AV. In vitro degradation assessment of calcium fluoride-doped hydroxyapatite coating prepared by pulsed laser deposition. Surface and Coatings Technology. 2021;416:127177. doi: 10.1016/j.surfcoat.2021.127177.

34. Zhang Y, Chen SE, Shao J, van den Beucken JJJP. Combinatorial Surface Roughness Effects on Osteoclastogenesis and Osteogenesis. ACS Appl Mater Interfaces. 2018;10(43):36652-36663. doi: 10.1021/acsami.8b10992.

35. Meyer MB, Goetsch PD, Pike JW. Genome-wide analysis of the VDR/RXR cistrome in osteoblast cells provides new mechanistic insight into the actions of the vitamin D hormone. J Steroid Biochem Mol Biol. 2010;121(1-2):136-141. doi: 10.1016/j.jsbmb.2010.02.011.

36. Li Y, Zhao P, Jiang B, et al. Modulation of the vitamin D/vitamin D receptor system in osteoporosis pathogenesis: insights and therapeutic approaches. J Orthop Surg Res. 2023; 18(1):860. doi: 10.1186/s13018-023-04320-4.

37. Ott SM, Elder G. Osteoporosis associated with chronic kidney disease. In: Marcus R, Feldman D, Dempster DW, et al. (eds). Osteoporosis. 4th ed. Elsevier Pub.; 2013:1387-1424. doi: 10.1016/B978-0-12-415853-5.00058-3.

38. Yakar S, Rosen CJ. From mouse to man: redefining the role of insulin-like growth factor-I in the acquisition of bone mass. Exp Biol Med (Maywood). 2003;228(3):245-252. doi: 10.1177/153537020322800302.

39. Fang J, Zhang X, Chen X, et al. The role of insulin-like growth factor-1 in bone remodeling: A review. Int J Biol Macromol. 2023;238:124125. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2023.124125.

40. Canalis E, Rydziel S, Delany AM, et al. Insulin-like growth factors inhibit interstitial collagenase synthesis in bone cell cultures. Endocrinology. 1995;136:1348-1354. doi: 10.1210/endo.136.4.7895645.

41. Brennan-Speranza TC, Rizzoli R, Kream BE, et al. Selective osteoblast overexpression of IGF-I in mice prevents low protein-induced deterioration of bone strength and material level properties. Bone. 2011;49(5):1073-1079. doi: 10.1016/j.bone.2011.07.039.

42. Denhardt DT, Noda M. Osteopontin expression and function: Role in bone remodeling. J Cell Biochem. 1998;72 Suppl 30‑31(S30‑31): 92‑102. doi: 10.1002/(SICI)1097-4644(1998)72:30/31+<92::AID-JCB13>3.0.CO;2-A.

43. Choi ST, Kim JH, Kang EJ, et al Osteopontin might be involved in bone remodelling rather than in inflammation in ankylosing spondylitis. Rheumatology (Oxford). 2008;47(12):1775-1779. doi: 10.1093/rheumatology/ken385.

44. Martín-Márquez BT, Sandoval-García F, Corona-Meraz FI, et al. Osteopontin: A Bone-Derived Protein Involved in Rheumatoid Arthritis and Osteoarthritis Immunopathology. Biomolecules. 2023;13(3):502. doi: 10.3390/biom13030502.

45. Singh A, Gill G, Kaur H, et al. Role of osteopontin in bone remodeling and orthodontic tooth movement: a review. Prog Orthod. 2018;19(1):18. doi: 10.1186/s40510-018-0216-2.