Замещение костных дефектов тканеинженерной конструкцией на основе депротеинизированной губчатой кости: экспериментальное исследование

Актуальность. Замещение дефектов кости при помощи аутологичной кости всегда было «золотым стандартом», однако по ряду причин ее использование не всегда возможно. В качестве альтернативы были разработаны материалы биологического и небиологического происхождения с их предварительной обработкой. Новым направлением таких материалов являются тканеинженерные конструкции, способные полностью имитировать аутологичную кость в необходимом объеме.

Цель. Изучить in vivo возможность использования депротеинизированной губчатой костной ткани человека в качестве матрицы для создания тканеинженерных конструкций.

Материалы и методы. Исследование проведено на 24 кроликах линии NZW, поскольку данная линия имеет полностью охарактеризованную формулу стромально-васкулярной фракции (СВФ). Дизайн исследования включает 3 группы: 1-я группа (контрольная) – хирургическое моделирование костных дефектов в областях диафиза контралатеральной бедренной кости без реконструкции; 2-я группа – замещение костного дефекта фрагментами депротеинизированной губчатой кости; 3-я группа – замещение костного дефекта с использованием фрагментов депротеинизированной губчатой кости совместно с аутологичной СВФ жировой ткани (полученную по технологии ACP SVF). Животных выводили из эксперимента под эфирным наркозом через 2, 4 и 6 недель после операции, с последующим гистологическим исследованием.

Результаты. Во все сроки исследования объемная плотность новообразованной костной ткани в 3-й группе (реконструкция депротеинизированной губчатой костью человека со стромально-васкулярной фракцией) была в 1,78 раза выше (р < 0,001), чем в 1-й группе (дефект костной ткани без реконструкции), в 1,21 раза выше (р < 0,001), чем во 2-й группе (реконструкция депротеинизированной губчатой костью). Динамика изменения объемной плотности зрелой костной ткани была аналогична динамике изменения объемной плотности новообразованной костной ткани.

Обсуждение. Сравнительный анализ репаративных процессов с использованием тканеинженерной конструкции на основе депротеинизированной губчатой кости совместно со стромально-васкулярной фракцией жировой ткани показал, что применение данного костнозамещающего материала способствует не только ранней активации репаративной регенерации основных структурных элементов костной ткани в области замещения дефекта, но и своевременной их дифференцировки.

Выводы. Использование депротеинизированной губчатой кости совместно со стромально-васкулярной фракцией для создания тканеинженерной конструкции позволяет реализовать ряд процессов регенерации и ускорить процесс восстановления дефекта кости по сравнению с 1-ой и 2-ой группой исследования.

1. Gurazhev MB, Baitov VS, Gavrilov AA, et al. Methods of the Tibia Bone Defect Management in Primary Knee Arthroplasty: Systematic Review. Traumatology and Orthopedics of Russia. 2021;27(3):173-188. (In Russ.) doi: 10.21823/2311-2905-2021-27-3-173-188.

2. Stewart SK. Fracture Non-Union: A Review of Clinical Challenges and Future Research Needs. Malays Orthop J. 2019;13(2):1-10. doi: 10.5704/MOJ.1907.001

3. Kirilova IA, Podorozhnaya VT. Comparative characteristics of materials for bone grafting: composition and properties. In Kirilova IA ed. Physicochemical and mechanical properties of the extracellular matrix as signals for controlling cell proliferation, differentiation, mobility and taxis. Moscow: FIZMATLIT; 2021:27-54. (In Russ.)

4. Shastov AL, Kononovich NA, Gorbach EN. Management of posttraumatic long bone defects in the national and foreign orthopedic practice (literature review). Genij Ortopedii. 2018;24(2):252-257. doi: 10.18019/1028-4427-2018-24-2-252-257

5. Wang W, Yeung KWK. Bone grafts and biomaterials substitutes for bone defect repair: A review. Bioact Mater. 2017;2(4):224-247. doi: 10.1016/j.bioactmat.2017.05.007

6. Korytkin AA, Zakharova DV, Novikova YS, et al. Custom triflange acetabular components in revision hip replacement (experience review). Traumatology and Orthopedics of Russia. 2017;23(4):101-111. (In Russ.) doi: 10.21823/2311-2905-2017-23-4-101-111

7. Yu X, Tang X, Gohil SV, Laurencin CT. Biomaterials for Bone Regenerative Engineering. Adv Healthc Mater. 2015;4(9):1268-1285. doi: 10.1002/adhm.201400760

8. Vorobyоv KA, Bozhkova SA, Tikhilov RM, Cherny AZ. Current Methods of Processing and Sterilization of Bone Allografts (Review of Literature). Traumatology and Orthopedics of Russia. 2017;23(3):134-147. (In Russ.) doi: 10.21823/2311-2905-2017-23-3-134-147

9. Khominets VV, Vorobev KA, Sokolova MO, et al. Allogeneic osteoplastic materials for reconstructive surgery of combat injuries. Russian Military Medical Academy Reports. 2022;41(3):309-314. (In Russ.) doi: 10.17816/rmmar109090

10. Hrapkiewicz K, Colby LA, Denison P. Clinical laboratory animal medicine: an introduction. John Wiley & Sons; 2013:431.

11. Liu E., Fan J. (ed.). Fundamentals of Laboratory Animal Science. CRC Press; 2017:352.

12. Yin N, Wang Y, Ding L, et al. Platelet-rich plasma enhances the repair capacity of muscle-derived mesenchymal stem cells to large humeral bone defect in rabbits. Sci Rep. 2020;10(1):6771. doi: 10.1038/s41598-020-63496-5

13. Luck J, Smith OJ, Mosahebi A. A Systematic Review of Autologous Platelet-Rich Plasma and Fat Graft Preparation Methods. Plast Reconstr Surg Glob Open. 2017;5(12):e1596. doi: 10.1097/GOX.0000000000001596

14. Oedayrajsingh-Varma MJ, van Ham SM, Knippenberg M, et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 2006;8(2):166-177. doi: 10.1080/14653240600621125

15. Baer PC, Geiger H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells Int. 2012;2012:812693. doi: 10.1155/2012/812693

16. Heuther S. Chapter 23. Obesity and disorders of nutrition. In: Brashers VL. et al. (ed.). Pathophysiology: the biologic basis for disease in adults and children. 8th edition. Elsevier; 2018:234-239.

17. Permuy M, López-Peña M, Muñoz F, González-Cantalapiedra A. Rabbit as model for osteoporosis research. J Bone Miner Metab. 2019;37(4):573- 583. doi: 10.1007/s00774-019-01007-x

18. Cherdantseva LA, Anastasieva EA, Aleynik DY, et al. In Vitro Evaluation of the Allogeneic Bone Matrix Effect on the Adipose Mesenchymal Stromal Cells Characteristics in Combined Tissue Engineering. Traumatology and Orthopedics of Russia. 2021;27(1):53-65. (In Russ.) doi: 10.21823/2311- 2905-2021-27-1-53-65

19. Sharun K, Pawde AM, Kumar R, et al. Standardization and characterization of adipose-derived stromal vascular fraction from New Zealand white rabbits for bone tissue engineering. Vet World. 2021;14(2):508-514. doi: 10.14202/vetworld.2021.508-514

20. Guo J, Nguyen A, Banyard DA, et al. Stromal vascular fraction: A regenerative reality? Part 2: Mechanisms of regenerative action. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 2016;69(2):180-188. doi: 10.1016/j.bjps.2015.10.014

21. Bora P, Majumdar AS. Adipose tissue-derived stromal vascular fraction in regenerative medicine: a brief review on biology and translation. Stem Cell Res Ther. 2017;8(1):145. doi: 10.1186/s13287-017-0598-y

22. Gentile P, Sterodimas A, Pizzicannella J, et al. Systematic Review: Allogenic Use of Stromal Vascular Fraction (SVF) and Decellularized Extracellular Matrices (ECM) as Advanced Therapy Medicinal Products (ATMP) in Tissue Regeneration. Int J Mol Sci. 2020;21(14):4982. doi: 10.3390/ijms21144982