Экспериментальное изучение условий импрегнации для получения пролонгированной антимикробной активности оригинального остеопластического материала на основе губчатой аллокости

Введение. Локальная антибиотикотерапия является перспективным методом профилактики и лечения периимплантной инфекции, однако существующие системы доставки антибиотиков имеют ряд ограничений.
Цель работы — определить в эксперименте in vitro оптимальные параметры давления, времени экспозиции и типа растворителя для обеспечения пролонгированной элюции ванкомицина из оригинального остеозамещающего материала на основе губчатой аллокости.
Материалы и методы. Исследовано семь методик импрегнации с различными комбинациями параметров: давление — от атмосферного до пониженного (7–10 hPa), время — от 5 мин. до 24 ч., растворитель (дистиллированная вода, 50 % раствор этанола, комбинация 50 % этанола с 5 % поливинилпирролидоном (ПВП)). Эффективность оценивали по изменению диаметра зоны подавления S. aureus ATCC 43300 бактериологическим методом и динамике концентрации ванкомицина в элюате методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ). Статистический анализ выполняли с применением метода ANOVA с post-hoc тестом Тьюки, корреляции — методом Спирмена и путем расчета площади под фармакокинетической кривой.
Результаты. Наибольшую эффективность продемонстрировала методика с использованием пониженного давления, 60-минутной экспозиции и спиртового раствора с ПВП, обеспечившая пролонгированное высвобождение ванкомицина до 14 дн. с максимальной площадью под кривой элюции (301364,70) и высокой корреляцией между концентрацией антибиотика и зоной подавления роста (r = 0,908, p < 0,001). Давление оказалось наиболее значимым фактором (F = 19,9916, p < 0,0001), за ним следовали тип растворителя (F = 7,7485, p = 0,0006) и время импрегнации (F = 6,8084, p = 0,0014).
Обсуждение. В отличие от традиционных методов локальной антибиотикотерапии, имеющих ограниченную эффективность (3–7 дн.), разработанная методика с использованием пониженного давления и спиртового раствора с ПВП обеспечивает пролонгированное высвобождение ванкомицина до 14 дн. Преимуществом предложенного подхода является более равномерная кинетика элюции по сравнению с полиметилметакрилатом и биодеградируемыми носителями, демонстрирующими резкий начальный выброс антибиотика. Комплементарное использование микробиологического метода и ВЭЖХ подтвердило сохранение антимикробной активности ванкомицина после импрегнации, что принципиально важно для обеспечения терапевтического эффекта.
Заключение. Экспериментально установлено, что оптимальными параметрами для обеспечения пролонгированной элюции ванкомицина из остеозамещающего материала на основе губчатой аллокости являются пониженное давление (7–10 hPa), время экспозиции 60 мин. и использование 50 % этанола с 5 % ПВП в качестве растворителя.

1. Masters EA, Ricciardi BF, Bentley KLM, et al. Skeletal infections: microbial pathogenesis, immunity and clinical management. Nat Rev Microbiol. 2022;20(7):385-400. doi: 10.1038/s41579-022-00686-0.

2. Касимова А.Р., Туфанова О.С., Гордина Е.М. и др. Двенадцатилетняя динамика спектра ведущих возбудителей ортопедической инфекции: ретроспективное исследование. Травматология и ортопедия России. 2024:30(1):66-75. doi: 10.17816/2311-2905-16720.

3. Garcia-Moreno M, Jordan PM, Günther K, et al. Osteocytes Serve as a Reservoir for Intracellular Persisting Staphylococcus aureus Due to the Lack of Defense Mechanisms. Front Microbiol. 2022;13:937466. doi: 10.3389/fmicb.2022.937466.

4. Trouillet-Assant S, Lelievre L, Martins-Simoes P, et al. Adaptive processes of Staphylococcus aureus isolates during the progression from acute to chronic bone and joint infections in patients. Cell Microbiol. 2016;18(10):1405-1414. doi: 10.1111/cmi.12582.

5. Ricciardi BF, Muthukrishnan G, Masters E, et al. Staphylococcus aureus Evasion of Host Immunity in the Setting of Prosthetic Joint Infection: Biofilm and Beyond. Curr Rev Musculoskelet Med. 2018;11(3):389-400. doi: 10.1007/s12178-018-9501-4.

6. Paharik AE, Horswill AR. The Staphylococcal Biofilm: Adhesins, Regulation, and Host Response. Microbiol Spectr. 2016;4(2):10.1128/microbiolspec.VMBF-0022-2015. doi: 10.1128/microbiolspec.VMBF-0022-2015.

7. Coraca-Huber DC, Fille M, Hausdorfer J, et al. Staphylococcus aureus biofilm formation and antibiotic susceptibility tests on polystyrene and metal surfaces. J Appl Microbiol. 2012;112(6):1235-1243. doi: 10.1111/j.1365-2672.2012.05288.x.

8. Mankin HJ, Hornicek FJ, Raskin KA. Infection in massive bone allografts. Clin Orthop Relat Res. 2005;(432):210-216. doi: 10.1097/01. blo.0000150371.77314.52.

9. Michalak KA, Khoo PP, Yates PJ, et al. Iontophoresed segmental allografts in revision arthroplasty for infection. J Bone Joint Surg Br. 2006;88(11):1430-1437. doi: 10.1302/0301-620X.88B11.18335.

10. Elawady R, Aboulela AG, Gaballah A, et al. Antimicrobial Sub-MIC induces Staphylococcus aureus biofilm formation without affecting the bacterial count. BMC Infect Dis. 2024;24(1):1065. doi: 10.1186/s12879-024-09790-3.

11. Witsø E, Persen L, Løseth K, Bergh K. Adsorption and release of antibiotics from morselized cancellous bone. In vitro studies of 8 antibiotics. Acta Orthop Scand. 1999;70(3):298-304. doi: 10.3109/17453679908997812.

12. Mader JT, Calhoun J, Cobos J. In vitro evaluation of antibiotic diffusion from antibiotic-impregnated biodegradable beads and polymethylmethacrylate beads. Antimicrob Agents Chemother. 1997;41(2):415-418. doi: 10.1128/AAC.41.2.415.

13. Buttaro MA, Morandi A, Rivello HG, Piccaluga F. Histology of vancomycin-supplemented impacted bone allografts in revision total hip arthroplasty. J Bone Joint Surg Br. 2005;87(12):1684-1687. doi: 10.1302/0301-620X.87B12.16781.

14. Buttaro MA, Pusso R, Piccaluga F. Vancomycin-supplemented impacted bone allografts in infected hip arthroplasty. Two-stage revision results. J Bone Joint Surg Br. 2005;87(3):314-319. doi: 10.1302/0301-620x.87b3.14788.

15. Buttaro MA, Gimenez MI, Greco G, et al. High active local levels of vancomycin without nephrotoxicity released from impacted bone allografts in 20 revision hip arthroplasties. Acta Orthop. 2005;76(3):336-340.

16. Inzana JA, Schwarz EM, Kates SL, Awad HA. Biomaterials approaches to treating implant-associated osteomyelitis. Biomaterials. 2016;81:58-71. doi: 10.1016/j.biomaterials.2015.12.012.

17. Марков П.А., Ерёмин П.С., Берёзкина Е.С. и др. Остеопластические биоматериалы из органических и минеральных компонентов костного матрикса: обзор литературы. Вестник восстановительной медицины. 2024;23(5):97-107. doi: 10.38025/2078-1962-2024-23-5-97-107.

18. Мухаметов У.Ф., Люлин С.В., Борзунов Д.Ю. и др. Аллопластические и имплантационные материалы для костной пластики: обзор литературы. Креативная хирургия и онкология. 2021;11(4):343-353. doi: 10.24060/2076-3093-2021-11-4-343-353.

19. Божкова С., Гордина Е., Марков М. и др. Влияние комбинации ванкомицина с препаратом серебра на длительность антимикробной активности костного цемента и формирование биопленки штаммом MRSA. Травматология и ортопедия России. 2021;27(2):54-64. doi: 10.21823/2311-2905-2021-27-2-54-64.

20. Меликова Р.Э., Цискарашвили А.В., Артюхов А.А., Сокорова Н.В. In vitro исследование динамики элюции антибактериальных препаратов, импрегнированных в матрицы на основе полимерного гидрогеля. Гений ортопедии. 2023;29(1):64-70. doi: 10.18019/1028-4427-2023-29-1-64-70.

21. Стогов М.В., Шастов А.Л., Киреева Е.А., Тушина Н.В. Высвобождение антибиотиков из материалов для замещения постостеомиелитических дефектов кости. Гений ортопедии. 2024;30(6):873-880. doi: 10.18019/1028-4427-2024-30-6-873-880.

22. McConoughey SJ, Howlin RP, Wiseman J, et al. Comparing PMMA and calcium sulfate as carriers for the local delivery of antibiotics to infected surgical sites. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2015;103(4):870-877. doi: 10.1002/jbm.b.33247.

23. Janssen DMC, Willems P, Geurts J, Arts CJJ. Antibiotic release from PMMA spacers and PMMA beads measured with ELISA: Assessment of in vitro samples and drain fluid samples of patients. J Orthop Res. 2023;41(8):1831-1839. doi: 10.1002/jor.25510.

24. Bertazzoni Minelli E, Della Bora T, Benini A. Different microbial biofilm formation on polymethylmethacrylate (PMMA) bone cement loaded with gentamicin and vancomycin. Anaerobe. 2011;17(6):380-383. doi: 10.1016/j.anaerobe.2011.03.013.

25. Miclau T, Dahners LE, Lindsey RW. In vitro pharmacokinetics of antibiotic release from locally implantable materials. J Orthop Res. 1993;11(5):627-632. doi: 10.1002/jor.1100110503.

26. Kwong JW, Abramowicz M, Kühn KD, et al. High and Low Dosage of Vancomycin in Polymethylmethacrylate Cements: Efficacy and Mechanical Properties. Antibiotics (Basel). 2024;13(9):818. doi: 10.3390/antibiotics13090818.

27. Цискарашвили А.В., Меликова Р.Э., Волков А.В. и др. In vivo эффективность полимерных гидрогелей, импрегнированных антибактериальным препаратом, при хроническом остеомиелите. Гений ортопедии. 2023;29(5):535-545. doi: 10.18019/1028-4427-2023-29-5-535-545.

28. Wahl P, Guidi M, Benninger E, et al. The levels of vancomycin in the blood and the wound after the local treatment of bone and soft-tissue infection with antibiotic-loaded calcium sulphate as carrier material. Bone Joint J. 2017;99-B(11):1537-1544. doi: 10.1302/0301-620X.99B11.BJJ-2016-0298.R3.

29. Luo S, Jiang T, Yang Y, et al. Combination therapy with vancomycin-loaded calcium sulfate and vancomycin-loaded PMMA in the treatment of chronic osteomyelitis. BMC Musculoskelet Disord. 2016;17(1):502. doi: 10.1186/s12891-016-1352-9.

30. Giavaresi G, Bertazzoni Minelli E, Sartori M, et al. New PMMA-based composites for preparing spacer devices in prosthetic infections. J Mater Sci Mater Med. 2012;23(5):1247-1257. doi: 10.1007/s10856-012-4585-7.

31. Kang DG, Holekamp TF, Wagner SC, Lehman RA Jr. Intrasite vancomycin powder for the prevention of surgical site infection in spine surgery: a systematic literature review. Spine J. 2015;15(4):762-770. doi: 10.1016/j.spinee.2015.01.030.

32. Lawrie CM, Kazarian GS, Barrack T, et al. Intra-articular administration of vancomycin and tobramycin during primary cementless total knee arthroplasty : determination of intra-articular and serum elution profiles. Bone Joint J. 2021;103-B(11):1702-1708. doi: 10.1302/0301-620X.103B11.BJJ-2020-2453.R1.

33. Kamra P, Lamba AK, Faraz F, Tandon S. Effect of antibiotic impregnation time on the release of gentamicin from cryopreserved allograft bone chips: an in vitro study. Cell Tissue Bank. 2019;20(2):267-273. doi: 10.1007/s10561-019-09765-8.

34. Berglund B, Wezenberg D, Nilsson M, et al. Bone allograft impregnated with tobramycin and vancomycin delivers antibiotics in high concentrations for prophylaxis against bacteria commonly associated with prosthetic joint infections. Microbiol Spectr. 2024;12(12):e0041424. doi: 10.1128/spectrum.00414-24.

35. Coraça-Huber DC, Ammann CG, Nogler M, et al. Lyophilized allogeneic bone tissue as an antibiotic carrier. Cell Tissue Bank. 2016;17(4):629-642. doi: 10.1007/s10561-016-9582-5.

36. Coraça-Huber DC, Steixner SJM, Najman S, et al. L Lyophilized Human Bone Allograft as an Antibiotic Carrier: An In Vitro and In Vivo Study. Antibiotics (Basel). 2022;11(7):969. doi: 10.3390/antibiotics11070969.

37. Edmondson MC, Day R, Wood D. Vancomycin iontophoresis of allograft bone. Bone Joint Res. 2014;3(4):101-7. doi: 10.1302/2046-3758.34.2000223.

38. Karageorgiou V, Kaplan D. Porosity of 3D biomaterial scaffolds and osteogenesis. Biomaterials. 2005;26(27):5474-91. doi: 10.1016/j. biomaterials.2005.02.002.

39. Ketonis C, Barr S, Adams CS, et al. Bacterial colonization of bone allografts: establishment and effects of antibiotics. Clin Orthop Relat Res. 2010;468(8):2113-2121. doi: 10.1007/s11999-010-1322-8.

40. Dolete G, Purcăreanu B, Mihaiescu DE, et al. Comparative Loading and Release Study of Vancomycin from a Green Mesoporous Silica. Molecules. 2022;27(17):5589. doi: 10.3390/molecules27175589.

41. Kato A. Atmospheric impregnation behavior of calcium phosphate materials for antibiotic therapy in neurotrauma surgery. PLoS One. 2020;15(3):e0230533. doi: 10.1371/journal.pone.0230533.

42. Kato A. Antibiotic Impregnation, Release, Activity, and Interaction With Porous Hydroxyapatite for Infectious Control in Neurotrauma Surgery. J Pharm Sci. 2022;111(8):2389-2396. doi: 10.1016/j.xphs.2022.04.017.

43. Edin ML, Miclau T, Lester GE, et al. Effect of cefazolin and vancomycin on osteoblasts in vitro. Clin Orthop Relat Res. 1996;(333):245-251.